Área Soporte Técnico Veterinario

Soporte técnico veterinario de apoyo o resolución de casos clínicos

IDEXX se lo ofrece todo, analizadores en clínica, tests de diagnóstico rápido 
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Equipo Médico Veterinario

 

Asesoramiento personalizado pre y post analítica por nuestro equipo médico veterinario.

 

Jaume Rodon Vernet, DVM

Responsable Médico/Veterinario IDEXX Laboratorios 

Veterinario. Diplomado en hematología y bioquímica animal (Universidad de Toulouse). Especialista en patología clínica. Consultor en marketing.

 

 

Anna Civit Sancho, DVM

Área de interés: medicina interna

Se licenció en Veterinaria en la Universidad Autónoma de Barcelona en 1997. Después de una estancia en el Reino Unido y de trabajar varios años en centros clínicos veterinarios privados, completó su formación con un master en Laboratorio de Análisis Clínicos en la Universidad Pompeu Fabra. Tras trabajar en laboratorios de diagnóstico veterinario, entró en los Laboratrorios Idexx en el 2008, formando parte primero del departamento de marketing para incorporarse en el 2011 como Medical Consultant en el servicio de consultas médicas veterinarias.

 

Cristina Huguet Fajardo, CVM, MrPath

Área de interés: anatomía patológica

Se  graduó en la Facultad de Medicina de Veterinaria de Zaragoza en el 2001 en la especialidad de Medicina y Clínica con experiencia de 2 años en diversas clínicas del Reino Unido. Adquirió una beca de la Universidad de Edimburgo de 3 años en Anatomía Patológica a partir de la cual obtuvo la parte 1 de la certificación de la Diplomatura en Patología Animal en el 2007. Tras su trabajo para Idexx Laboratorios durante aproximadamente 3 años, obtuvo la parte 2 que la certifica como miembro del Colegio de Patólogos de Londres en la especialidad de Pequeños Animales. A día de hoy continúa su trabajo de diagnóstico clínico para Idexx realizando análisis citológicos e histopatológicos.

 

Javier López Loarte, DVM

Área de interés: medicina interna, patología animal

Se  licenció en Veterinaria en la Universidad de Zaragoza.  Continuó su formación en los departamentos  de Bioquímica y Biología Molecular, Reproducción y Anatomía Patológica de la Universidad de Zaragoza, donde obtuvo la suficiencia investigadora en 2005. Trabajó en centros clínicos privados y en laboratorios de diagnóstico veterinario, y completó su formación como residente en Patología Animal en la UAB. Actualmente, ejerce como Medical Consultant en el servicio de consultas médicas veterinarias, así como de soporte en el departamento de Patología  en los Laboratorios Idexx  en Barcelona.

 

Manejo de las Muestras

 

La fiabilidad de un resultado laboratorial y su interpretación dependen en gran parte de la calidad del material enviado al laboratorio. Por lo tanto, el manejo adecuado de las muestras, desde que se obtienen hasta que se procesan, es fundamental. Aunque las características de las muestras se indican concretamente en cada análisis, existen algunas normas de manejo de muestras que son bastantes generales. Estas normas se pueden clasificar en dos grandes apartados:

 

Obtención de la muestra

  • En las extracciones de sangre, la punción debe ser lo más limpia posible evitando explorar con la aguja
  • Enviar el volumen requerido y el tipo de muestra adecuado a el/los test/s que se piden, utilizar el tubo indicado para cada caso, y respetar las señales de llenado del tubo.
  • Mantener la muestra a temperatura ambiente o en nevera, según se indique. No congelar nunca la muestra a no ser que se especifique en la lista de pruebas.
  • Para evitar la lipemia que interfiere en muchos tests, es muy recomendable dejar al animal en ayunas durante unas 12 horas.

 

Identificación de la muestra

  • Si la muestra es enviada usando la hoja de petición de papel, cumplimentar correctamente y de forma legible el formulario de petición de análisis (PDF), también facilitado por nuestro laboratorio. Dar al laboratorio la mayor información posible. No existen detalles insignificantes. Indicar tratamientos y vacunaciones, así como una lista de sospechas de la enfermedad y la fecha y hora de obtención de la muestra. A nadie le gusta rellenar formularios, pero el laboratorio no puede trabajar sin ellos. La muestra se procesa según las peticiones escritas en el formulario, no en el tubo de la muestra.
  • El uso del sistema de identificación con código de barras suministrado por el laboratorio es absolutamente recomendable. Cada muestra debe ser etiquetada en el momento de la extracción (siguiendo las instrucciones suministradas por el laboratorio a tal efecto) para evitar confusiones o cruce de tubos cuando se envían muestras de más de un paciente al mismo tiempo. En caso de no usar este sistema, se debe marcar claramente en cada muestra, a quién pertenece y el origen de la muestra. A menudo de se remiten muestras de más de un animal en el mismo envío. En ese caso, marcar los nombres diferenciados en cada tubo de forma clara y legible.

 

Hematología

Las muestras de sangre entera para hematología son relativamente frágiles y requieren un cuidado especial:

  • Evitar el exceso de succión durante la extracción sanguínea para no provocar hemólisis, usar la jeringa y la aguja adecuadas al calibre de la vía utilizada.
  • Después de la extracción, la sangre debe ponerse en tubos con anticoagulante y mezclar cuidadosamente. El EDTA es el anticoagulante preferido para la mayoría de exámenes hematológicos.
  • Siempre que sea posible, asegurarse de que la relación anticoagulante/sangre sea la correcta, llenando el tubo hasta el lugar indicado para evitar fenómenos de dilución y/o distorsión celular por exceso.
  • Realizar frotis sanguíneos inmediatamente y/o refrigerar la sangre. El contacto prolongado de la sangre con el anticoagulante induce distorsiones celulares e incluso hemólisis, a los 3 días a temperatura ambiente. No se pueden realizar contajes celulares en sangres de mas de 4 días de antigüedad.

 

Coagulación

  • La evaluación laboratorial de los pacientes con defectos hemostáticos requiere meticulosidad en la metodología y en los controles de calidad. Los estudios de coagulación son reacciones enzimáticas que están marcadamente influenciadas por manejos inadecuados de las muestras.
  • Para evitar errores debidos al manejo de las muestras, se deben seguir las siguientes recomendaciones:
    • Las muestras deben obtenerse con un grado de excitación mínimo del paciente, y sin excesivos pinchazos. Evitar la toma de muestras a partir de catéteres, y usar siempre tubos de plástico con Citrato Sódico al 3,8% específicos para pruebas de coagulación. Evitar los tubos de vidrio.
    • Una vez obtenida la muestra, mezclar el tubo suavemente y dejar reposar 5-7 minutos. A continuación, centrifugar la muestra a 2500-3500 rpm durante 15 minutos y separar el plasma por pipeteado a otro tubo de plástico sin anticoagulante, dentro de los 30 primeros minutos post-extracción. Refrigerar en caso de envío rápido, o congelar en caso de envío retardado (pueden aguantar 2 semanas). Si se quieren congelar las muestras, una vez separado el plasma debe realizarse una congelación rápida en alícuotas para prevenir la formación de cristales. La congelación o descongelación lentas pueden producir la crioprecipitación de algunos factores de coagulación.
  • Los sistemas de coagulación de los animales se activan a menudo "ex vivo" durante la toma o el transporte de la muestra. Existirán algunos casos donde sea aconsejable la extracción de la muestra con “jeringa citratada”. En estos casos es mejor poner la cantidad justa del anticoagulante en la jeringuilla y hacer la venipunción. Si se observa hemólisis o algún coágulo, repetir la extracción.
  • La relación anticoagulante/sangre, es crítica. El anticoagulante a usar es 1 parte de citrato sódico al 3,8 % y 9 partes de sangre. La desviación de esta relación limita la disponibilidad del calcio en el sistema y puede ser una causa de error. Ejemplo: para conseguir un volumen total de muestra de 3 ml se deben poner en la jeringa 0,3 ml de citrato y extraer 2,7 ml de sangre (0,3 x 9).

 

Bioquímica Clínica

  • La existencia del gran número de pruebas bioquímicas actualmente disponibles hace que esta disciplina aporte una amplia información sobre diferentes aspectos del metabolismo del paciente. Sin embargo, es importante recordar que no se deben usar los pruebas bioquímicas como sustitutos de otros procedimientos clínicos (examen físico, RX...) Las investigaciones laboratoriales, deben ser una extensión de los exámenes clínicos y no una alternativa.
  • Se pueden aplicar, en general, las siguientes normas de manejo para este tipo de muestras:
    • Para obtener suero, recoger la muestra en un tubo sin anticoagulante pero con activadores de la retracción del coágulo y dejar coagular durante 34-45 minutos o hasta la formación del coágulo. Una vez coagulada la muestra y retraído el coágulo, centrifugar, separar el suero y ponerlo en un tubo de plástico sin anticoagulante. Asegurarse de que todos los hematíes se han quedado en el primer tubo, para evitar la hemólisis durante el envío. Marcar el tubo, y refrigerar o congelar si no se va a enviar en los próximos 3 días. Normalmente, por 1 ml de sangre entera se puede obtener 0.3 ml de suero.
    • En caso de que la muestra solicitada sea plasma (EDTA o Heparina), recoger la sangre en tubos con el anticoagulante apropiado, y centrifugar dentro de los 15 primeros minutos. Separar el plasma en tubos de plástico sin anticoagulante y refrigerar o congelar según se indique.
    • El envío de una muestra de sangre entera coagulada y no separada no es aconsejable.
  • Actualmente, y en nuestro laboratorio, las causas más frecuentes de resultados erróneos, son:
    • Interferencias por hemólisis, ictericia o lipemia
    • Muestra insuficiente
    • Interferencia por extracción sanguínea post-tratamiento. Para un diagnóstico correcto es vital extraer las muestras antes de cualquier terapia.

    

 

Endocrinología

  • Excepto algunas hormonas que requieren unas condiciones de manejo especiales (indicadas en el listado de pruebas analíticas), que es imprescindible seguir escrupulosamente, podemos decir que para las pruebas de Endocrinología, se deben seguir exactamente las indicaciones de manejo detalladas en el apartado de Bioquímica.
  • El análisis hormonal ideal no existe, y aunque los inmunoensayos que actualmente se utilizan sean fiables, la mayoría de ellos suelen ser específicos de especie. En los animales, existen hormonas que tienen estructuras químicas muy similares en todas las especies y otras que no. Esto implica que cada laboratorio debe realizar sus propios procesos de validación de estas técnicas. Por lo tanto, de una misma muestra, en laboratorios diferentes, se pueden obtener resultados diferentes. Es decir, el resultado debe interpretarse en relación a los valores de referencia determinados por cada laboratorio, aunque la interpretación del resultado, desde el punto de vista clínico, debe ser el mismo en todos ellos.

 

Farmacología - Toxicología

  • La monitorización de las concentraciones plasmáticas de un fármaco durante una terapia se usa para optimizar el régimen de administración a un paciente. Estas monitorizaciones están indicadas cuando no hay una respuesta terapéutica, cuando existe sospecha de toxicidad o para confirmar un abordaje terapéutico.
  • La concentración de droga requerida en plasma para producir una respuesta terapéutica adecuada se llama rango terapéutico de la droga. Concentraciones por debajo de este rango se consideran subterapéuticas, mientras que las concentraciones superiores al rango se consideran como tóxicas.
  • Debido a que ciertas proteínas transportadoras del plasma pueden producir interferencias en la prueba, es imprescindible consultar con el laboratorio el tipo de muestra requerido para cada fármaco.

 

Urianálisis

  • El objetivo del laboratorio es analizar muestras cuyas características in vitro sean similares a las existentes in vivo. La orina es una mezcla inestable e impredecible. Por esta razón, es recomendable que las muestras de orina sean examinadas tan pronto como sea posible, o bien sean debidamente conservadas (aunque no exista preservativo ideal para todos los tests rutinarios en orina).
  • Tanto desde el punto de vista citológico como químico, el urianálisis presenta algunas peculiaridades:
    • Aunque la composición de la orina puede variar considerablemente durante el día, una muestra obtenida en cualquier momento del día puede ser satisfactoria para realizar análisis de screening.
    • Para el urianálisis hay que enviar una cantidad suficiente de orina reciente en un recipiente estéril y especial para orina y herméticamente cerrado.
    • Indicar siempre el método de recogida de la orina (cistocentesis, sondaje,....)
    • No se sabe bien cuanto tiempo pueden mantenerse las muestras de orina a temperatura ambiente sin que se afecte su composición. Si se sospecha un ligero retraso en el análisis o en el envío, mantener el recipiente refrigerado y sin luz para las pruebas químicas.
    • En las infecciones de orina, es muy importante obtener una muestra de orina no contaminada, para el ensayo cuantitativo de bacteriuria y piuria. La mayoría de errores en el manejo de las infecciones del tracto urinario son debidos a errores en la recogida de muestras. El método de elección para recoger la muestra es la cistocentesis realizada de forma aséptica Se debe realizar el cultivo a las 2 horas de la recogida, (no se deben cultivar orinas que han estado 2-3 horas a temperatura ambiente) o bien refrigerar la muestra al momento. Los contajes bacterianos son estables durante 24-36 horas en muestras refrigeradas.

 

Microbiología

  • Los cultivos microbiológicos pueden servir para identificar agentes etiológicos y, por lo tanto, contribuir al diagnóstico final. 
  • El valor de los cultivos microbiológicos depende en gran parte de cómo se toma, se guarda y se envía la muestra. La pérdida del agente etiológico suele producirse porque el medio de transporte o las técnicas de conservación son inadecuados. Una muestra tomada incorrectamente puede llevar a diagnósticos incorrectos o a identificar agentes contaminantes.
    • Las muestras se deben tomar asépticamente y ponerlas en el recipiente adecuado. Cuando empleamos una torunda, es importante obtener una muestra suficiente, ya que los organismos existentes en la torunda son menores que los existentes en el tejido y puede que se pierdan algunos de los organismos más lábiles durante el transporte de la muestra.
    • Las muestras para urocultivos y para coprocultivos deben refigerarse durante su transporte al laboratorio. Para el resto de muestras, la refrigeración no es necesaria.
    • Especificar siempre los tests que se piden y los patógenos que se sospechan, sobre todo en muestras donde pueda existir una flora bacteriana normal (heces, piel, mucosas orales ... ).
    • Algunos especímenes requieren medios de transporte especiales. Las muestras de fluidos (cavidad corporal, pericardio, articulaciones ...) es mejor enviarlas en contenedores estériles o en botellas de hemocultivo. Nunca enviar fluidos u otros especímenes en tubos con EDTA, ya que el EDTA es muy tóxico para las bacterias. Los especímenes para el aislamiento de patógenos anaérobicos, requieren un cuidado especial, ya que las bacterias anaeróbicas mueren en presencia de oxígeno. Si se tienen dudas sobre qué muestras obtener, cómo obtenerlas, o en qué contenedor enviarlas llame al servicio de atención al cliente de nuestro laboratorio.
    • Los tests de susceptibilidad (antibiogramas) se efectúan en aquellos cultivos donde ha habido un crecimiento suficiente, bajo condiciones de calidad controladas y que se consideran que contribuyen a la enfermedad. Las muestras obtenidas de animales bajo tratamiento puede que no den resultados satisfactorios por algún grado de supresión del organismo.
    • Para el cultivo de dematofitos, el área cutánea afectada debe ser limpiada, y tomar raspados y/o arrancar pelos de los bordes activos, ponerlos en un contenedor estéril, y enviar a temperatura ambiente. La mejor muestra son los pelos fluorescentes a la lámpara de Wood. El aislamiento e identificación de algunos agentes micóticos requiere a menudo un tiempo considerable y no se deben esperar los resultados antes de los 15 días.

 

Enfermedades Infecciosas y Parasitarias

Parásitos Internos
  • Los diversos parásitos internos, tienen varios ciclos de vida. El ciclo de vida de la mayoría de parásitos tiene al menos un estadio en el cual se transmite de un huésped a otro. Este estadio es el que frecuentemente se detecta en los tests laboratoriales, se le llama estadio diagnóstico, y es el que puede abandonar el huésped a través de excreciones como heces u orina, o puede ser transmitido al próximo huésped por artrópodos.
  • Normalmente los tests usados están destinados a detectar parásitos adultos o sus diversos estadios del ciclo, como huevos o larvas en las excreciones o sangre de nuestros animales.
  • Parásitos en heces:
    • Preferiblemente, las muestras fecales deben ser recogidas del recto, y si esto no es posible, se debe recoger la parte superior de heces recién depositadas.
    • Las muestras fecales deben enviarse en los contenedores especiales para este uso, y no en otro tipo de contenedor.
    • Normalmente estas muestras no necesitan otra conservación que la refrigeración. La mayoría de parásitos (excepto algunos protozoos) pueden identificarse incluso 2–3 días después de la recogida. Ahora bien, existen ciertas ocasiones donde el tiempo entre la recogida y el examen puede ser mayor (o no se puedan refrigerar las muestras), y los huevos de los parásitos pueden eclosionar. En estos casos se deben guardar las muestras con Formol al 10 %. No congelar nunca una muestra de heces.
    • Es recomendable notificar la sospecha clínica, ya que, en principio, cada una de las técnicas empleadas tienen objetivos distintos. La técnica de Baermann separa las larvas de primer estadio de las heces (útil para Strongyloides Stercolaris), y la flotación separa las heces de los huevos de varias especies de helmintos y quistes de protozoos (no detecta los trofozoitos de Giardia, que deben buscarse en heces muy recientes o utilizar tecnología ELISA)
    • Los resultados se informan como negativo o como la presencia de algunos, bastantes, o numerosos organismos. Es importante recordar que un alto número de huevos puede indicar un alto número de parásitos, pero que un número bajo de huevos no indica necesariamente un número bajo de parásitos.
  • Para la detección de hemoparásitos, el primer paso, y fundamental, es hablar con el laboratorio ya que el tipo de muestra sanguínea a obtener variará según la sospecha clínica que se tenga
    • Para el diagnóstico de Filariosis existen principalmente dos tests: el test de Knott, que se usa para detectar e identificar microfilarias de D.Immitis circulante, y la metodología ELISA, usada para la detección de antígeno de adulto circulante. Es muy raro que este test sea negativo en una animal infectado.
    • Para otros hemoparásitos se realizan evaluaciones (normalmente del buffy coat) de frotis sanguíneos obtenidos de sangre periférica. Esta técnica de examen del frotis sanguíneo se está sustituyendo por la búsqueda de DNA del organismo mediante técnicas de PCR.

 

Parásitos Externos
  • Son técnicas destinadas a identificar los agentes causantes de ciertas lesiones dérmicas, que suelen ser parásitos profundos (Sarcoptes, Notoedres, Demodex).
  • La toma de muestras de estos procesos consiste en:
    • Mojar la hoja de bisturí en aceite mineral o glicerina y realizar raspados cutáneos en los bordes de la lesión. La hoja de bisturí debe estar en ángulo recto a la piel y asegurarse de que el raspado es lo suficientemente profundo mediante la aparición de una hemorragia puntual mínima. La muestra obtenida debe ser de color rosado.
    • Poner la hoja de bisturí junto al material obtenido en un recipiente cerrado.
  • En la actualidad disponemos de un test ELISA para la detección de anticuerpos en muestras de suero frente a Sarcoptes Scabiei.

 

Serología
  • Las técnicas usadas en Medicina Veterinaria, incluyen la IFI, ELISA, Inmunodifusión, Fijación del complemento, Aglutinación por látex, Inmunoblots,... En general, el veterinario práctico no necesita saber las peculiaridades de cada método. Lo que el clínico debe saber para interpretar un resultado positivo, es la fisiopatología de la enfermedad, y el tipo de test usado.
  • En general, estos tests serológicos detectan IgM y/o IgG. En algunas situaciones, la diferenciación entre IgM e IgG sirve de ayuda. En general, la IgM se produce durante un periodo de tiempo corto post-infección (7-10 días), y su vida media es corta (4-6 semanas). El problema con la IgM es que no es muy específica, ya que al ser pentámera puede experimentar más reacciones cruzadas con antígenos no específicos. Si el test detecta sólo IgG hacia el organismo agresor, el animal permanecerá seronegativo durante las primeras 3-4 semanas siguientes al inicio de la enfermedad.
  • Obviamente, la presencia de anticuerpos específicos a un organismo indica una exposición previa al mismo, pero no es una prueba categórica de que exista infección o de que la enfermedad actual esté causada por el organismo en cuestión. Por lo tanto, se requerirá la documentación de una seroconversión (un aumento x 4 en el título de anticuerpos con propósitos diagnósticos) para la confirmación del diagnóstico. Se deben evaluar una muestra obtenida durante la enfermedad aguda temprana, y una segunda muestra obtenida aproximadamente 3 semanas después, y siempre debe efectuarse la interpretación con el conjunto de signos clínicos.

 

Biología Molecular
  • En medicina veterinaria, PCR es el mecanismo de biología molecular más utilizado en procesos de diagnóstico. La PCR es una técnica capaz de generar “in vitro” grandes cantidades de un fragmento determinado de DNA con una secuencia específica, a partir de cantidades mínimas del mismo. La gran sensibilidad y versatilidad de este método ha revolucionado tanto las estrategias de estudio de la genética, como los procesos evolutivos y de determinados aspectos diagnósticos.
  • Una de las etapas más importantes para la puesta en marcha de una PCR es la selección del segmento específico de DNA que se desea amplificar, diseñar y encargar la síntesis de cebadores. La composición de los cebadores es un factor muy decisivo en el éxito o el fracaso de una reacción de amplificación.
  • La otra etapa crítica de esta técnica es el control de la técnica en sí misma. Entre los diferentes problemas que pueden aparecer al utilizar la técnica de PCR, el proceso de extracción y la contaminación tienen especial relevancia. La aparición de amplificaciones inespecíficas puede complicar la interpretación de los resultados obtenidos. Esta amplificación inespecífica de otras secuencias, además de las deseadas, no es más que el resultado directo de la capacidad de la técnica. Debido a su gran sensibilidad de la técnica para detectar DNA, es crítico mantener un control estricto en la extracción y manejo de la muestra.
  • Al ser una técnica que detecta DNA del agente infeccioso, el tipo de muestra dependerá del ciclo de cada organismo. Cada técnica tiene un tipo de muestra, preferencial, que incluso puede ser variable según el protocolo. Es aconsejable consulten con el laboratorio, en caso de duda, sobre qué tipo de muestra es la más idónea para cada situación.

 

Histopatología y Citología

  • Las muestras para biopsias deben colocarse en los envases adecuados, facilitados en nuestro laboratorio, con formol al 10 %, con cierto espacio sobrante para que el formol penetre adecuadamente. Para una correcta fijación, al menos un lado de la muestra de tejido no debería superar 1 cm de grosor. Si es posible, no deberían enviarse muestras demasiado pequeñas, ya que podrían disgregarse en la formalina.
  • Para evaluaciones citológicas se requieren varios frotis secados al aire, no fijados ni teñidos, realizados a partir de líquidos, aspiraciones con aguja fina, o impresiones de masas u órganos. En caso de preparar las extensiones de un líquido en la propia clínica, también se debería adjuntar el líquido en EDTA para realizar las pruebas complementarias. No se deben refrigerar los frotis. Los líquidos corporales se deben enviar en jeringuillas correctamente preparadas y protegidas o en un tubo estéril. Es mejor no utilizar muestras obtenidas y conservadas con escobillones, ya que aparecen cambios autolíticos muy rápidamente.
  • Para nuestros patólogos, es indispensable tener un informe conciso pero completo de la situación clínica del paciente, por lo que es necesario utilizar el formulario de petición adecuado.

 

Protocolos Diagnósticos

 

En patología clínica el diagnóstico de las enfermedades se basa normalmente en el hallazgo de unas concentraciones anormales de algún/os parámetro/s en sangre periférica. A menudo, y debido a fluctuaciones en respuesta a diversos factores (ambientales, enfermedades, drogas, edad, sexo....), los niveles basales de estos parámetros, no distinguen entre los individuos normales y los enfermos. En estos casos serán imprescindibles unos protocolos diagnósticos dinámicos que sustituyan a estas determinaciones basales poco fiables.

Glándulas adrenales | Glándulas tiroideas | Hormonas sexuales | Páncreas | Bioquímica | Farmacolvigilancia  

 
Glándulas adrenales 
 

Protocolo de estimulación con ACTH

Indicaciones: Se usa en el diagnóstico de Hiperadrenocorticismo (HAC) e Hipoadrenocorticismo.

Protocolo: Extraer sangre del animal ( T0 ) y administrar la ACTH (consultar al laboratorio dosis y vía) . Volver a sacar sangre al cabo de 1 hora ( T1 ). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol.

Interpretación: Los perros normales muestran una aumento de hasta 450 nmol/L (16 mcg/dl) en la muestra post-estímulo. En animales con HAC pituitario dependiente la muestra post-estímulo alcanza valores de 600 – 1000 nmol/L (22–36 mcg/dl). Los perros con tumores adrenales (TA) tienen valores basales por encima de 260 nmol/L (9,5 mcg/dl) sin o con pocos cambios en la muestra post-estímulo. En perros con hipoadrenocorticismo la muestra post-estímulo no mostrará cambio alguno. La respuesta clásica en animales con enfermedad de Addison son ambos valores < 20 nmol/L (0,7 mcg/dl)

 

Protocolo de supresión con Dexametasona a dosis baja

Indicaciones: Para confirmar el diagnóstico de un perro muy sospechoso de HAC.

Protocolo: Extraer sangre del animal (T0) y administrar 0,01 mg/kg de Dexametasona vía I.V. En animales pequeños es mejor hacer una dilución en 2 cc de suero fisiológico o agua para inyección. Volver a sacar sangre a las 3–4 horas (T1) y a las 8 horas (T2). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol.

Interpretación: Los perros normales suprimen sus valores de cortisol en por lo menos el 50% del valor basal en las 3-4 primeras horas, y luego los valores permanecen por debajo de 40 nmol/L (1,4 mcg/dl) a las 8 horas. Los perros con HAC pituitario dependiente disminuyen los valores de cortisol a las 3-4 horas, pero vuelven a aumentar a las 8 horas a valores > 40 nmol/L (1,4 mcg/dl). Los perros con tumor adrenal no disminuyen los valores a las 3 horas y permanecen > 40 nmol/L (1,4 mcg/dl) a las 8 horas.

 

Protocolo de supresión con Dexametasona a dosis alta

Indicaciones: Se usa para distinguir entre HAC de pituitaria o tumor adrenal. Debe usarse después de que el test a dosis baja ha confirmado la presencia del HAC.

Protocolo: Extraer sangre del animal ( T0 ) y administrar 0.1-1 mg/kg de Dexametasona vía I.V. Volver a sacar sangre a las 4 horas ( T4 ) y a las 8 horas ( T2). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de Cortisol.

Interpretación: Los perros con tumores adrenales tienen una supresión menor del 50% del valor basal en ambas determinaciones

 

 

Glándulas tiroideas 
 

Protocolo de estimulación con TSH

Indicaciones: Diagnóstico de hipotiroidismo canino en perros con síndrome del eutiroideo enfermo.

Protocolo: Extraer sangre del animal (T0) y administrar 75 mcg de TSHrh (Thyrogen) por perro. Volver a sacar sangre a las 4 horas (T1). Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T4

Interpretación: Un perro normal debe aumentar sus valores basales x 1,5 ó x 2 y/o alcanzar una concentración de 26 nmol/L (2 mcg/dl).

 

Protocolo de estimulación con TRH

Indicaciones: Diagnóstico de hipotiroidismo canino en perros con valores de T4 dudosos e investigación del hipotiroidismo secundario

Protocolo: Extraer la sangre del animal (T0). Administrar la TRH, vía IV lenta, a razón de 100 mcg para animales de 1–5 kg, 200 mcg para animales de 5–30 kg y 300 mcg para animales > 30 kg. Se toma una segunda muestra a las 4–6 horas. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T4 y/o TSH.

Interpretación: En animales normales los niveles de T4 deben aumentar x 1,2 la concentración basal o alcanzar un valor de 25 nmol/L (2 mcg/dl). Si la muestra preestimulación es > 25 nmol/L (2 mcg/dl) el animal es normal, independientemente del valor post-TRH. A veces se observan valores basales normales/altos que no estimulan x 1,2 veces. Posiblemente en estos perros la glándula está estimulada al máximo y no puede responder más. Este protocolo es útil en el diagnóstico de hipotiroidismo secundario midiendo la TSH basal y la TSH a los 30 minutos post TRH. Los perros normales deben aumentar su TSH por lo menos en 0,4 ng/ml.

 

Protocolo de T4 Post-pill

Indicaciones: Monitorización del tratamiento de hipotiroidismo. Se debe empezar la monitorización un mes después de empezar el tratamiento.

Protocolo: Extraer sangre del animal antes de la medicación (T0) y otra muestra a las 6 horas (T1) si el animal recibe 2 tomas al día o a las 6 (T0) y 24 horas (T1), si el animal recibe una toma al día. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T4.

Interpretación: Los valores no deben ser menores de 37 nmol/l (2,9 mcg/dl) o deben estar dentro del intervalo de referencia.

 

Protocolo de supresión con T3 en gatos

Indicaciones: En la mayoría de casos el diagnóstico del hipertiroidismo felino se consigue midiendo T3, T4 y/o T4 libre en una única muestra basal. En casos donde hay una sospecha clínica de hipertiroidismo pero estas hormonas tiroideas están normales se puede utilizar este test de supresión.

Protocolo: Extraer una muestra de sangre dejar coagular, separar el suero y congelar (T0). Administrar 25 mcg de T3 cada 8 horas durante 2 días; administrar la séptima dosis la mañana del tercer día. Extraer otra muestra de sangre 2–4 horas después de la última dosis (T1). Todas las muestras deben mantenerse refrigeradas. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de T3 y T4 en ambas muestras.

Interpretación: Un reducción de T4 en T1 >50% indica un gato normal y/o una enfermedad no tiroidea. Una reducción < 50% pero > 35% sugiere un gato normal y/o una enfermedad no tiroidea. Una reducción < 35% sugiere un gato hipertiroideo. Los valores de T3 deben estar por encima del valor normal, indicando que la administración de T3 ha sido efectiva.

 

 

Hormonas sexuales 
 

Protocolo de detección de la ovulación en la hembra con la determinación de Progesterona

Indicaciones: Se usan determinaciones seriadas de progesterona después del inicio de la hemorragia vaginal para determinar el mejor momento de la monta. Es útil en hembras con disminución de la fertilidad en general.

Protocolo: Se toma una muestra a los 7 días del inicio de la hemorragia vaginal. En la mayoría de hembras la concentración de progesterona será < 3 nmol/L indicando que la ovulación todavía no ha ocurrido. Si los niveles de progesterona están por encima de 6 nmol/L la ovulación ha ocurrido y, dependiendo del valor, se tomarán más muestras de sangre. Todas las muestras deben mantenerse refrigeradas. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de progesterona.

Interpretación: En valores < 1 – 3 nmol/L la ovulación no ha ocurrido y se deben tomar muestras en 2-4 días. Valores > 6 nmol/L indican que la ovulación ha ocurrido y se deben tomar más muestras seriadas. Para valores entre 16 – 20 nmol/L se debería montar a la perra en 33 –57 horas. Para valores entre 20 – 38 nmol/L se debería montar a la perra en 9 –33 horas. Para valores > 38 nmol/L se debería montar en 9 horas.

 

Protocolo de detección de gestación (progesterona-relaxina)

Indicaciones: Diagnóstico de gestación en perras y gatas y diagnóstico de no gestación en gatas.

Protocolo: Se determinan ambas hormonas en una única muestra.

Interpretación: La perras no gestantes tienen niveles significativos de progesterona como parte de su ciclo normal (metaestro) y por lo tanto la progesterona no puede usarse como indicador de gestación. Después de la gestación la relaxina aumenta hasta niveles detectables hacia los días 21–28. Pueden existir falsos negativos en camadas pequeñas (<3 cachorros). En gatos, puede usarse la progesterona para indicar que no hay gestación si hay valores < 3 nmol/L. Unos valores altos de relaxina también indican gestación en la gata.

 

Protocolo para el síndrome de ovario remanente en gatos

Indicaciones: Si existe tejido ovárico como resultado de una ovariohisterectomía incompleta, se desarrollarán folículos de forma natural o de forma artificial si
administramos FSH. En cualquiera de los casos la ovulación debe inducirse con hCG exógena o GnRH. 

Protocolo: Si el animal está en celo, inyectar 50–100 UI de hCG vía SC ó 25 mcg de GnRH vía IM. Extraer una muestra sanguínea aproximadamente a los 7–10 días. Si el animal no está en celo o nos encontramos en una situación que nos permite esperar los 10 días, hay que inducir el celo. Inyectar 2 mg/día de FSH. Parar el tratamiento cuando el gato muestre signos de celo o después de 5 días (el periodo más corto). Seguir con el protocolo anterior. Es mejor la GnRH, por el menor riesgo a una reacción anafiláctica. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de progesterona en ambas muestras.

Interpretación: Una progesteronemia > 1 ng/ml (3,2 nmol/L) indica que existe tejido ovárico. Este protocolo se está sustituyendo por la determinación de LH en una única muestra. Si la LH está baja implica que existe tejido ovárico, y si está alta indica que no hay ovario remanente.

 

Protocolo para detectar actividad ovárica en perro

Indicaciones: Se usa para detectar si las perras han sido castradas o bien si hay actividad ovárica residual. El protocolo se basa en la estimulación ovárica con la GnRH.

Protocolo: Se extrae la primera muestra basal T0 y se inyectan 0,32 mg de GnRH vía IV para una perra de 12 –15 kg. Esperar 1–2 horas y extraer la segunda muestra. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de estradiol en ambas muestras 

Interpretación: En machos y en hembras en anoestro la muestra pre-inyección suele estar <18 pmol/L. En caso de existir actividad ovárica (hembras sin castrar o con tejido ovárico residual) o actividad testicular anormal en machos, se alcanzan valores de 55–74 pmol/L. Unos niveles > 100 pmol/l en la muestra basal indicarían la presencia de tejido ovárico.

 

Protocolo de Respuesta a hCG para detectar tejido testicular en machos

Indicaciones: Es un test dinámico para averiguar la presencia de tejido testicular en machos, tanto en perro como en gato.

Protocolo: Extraer sangre al animal (T0) e inyectar 200-500 UI de hCG/por animal vía IM, ó 2 mcg/kg de GnRH vía IM. Recoger sangre entre 1 y 2 horas post inyección. Enviar los sueros separados, bien señalados y refrigerados para la medición de testosterona en ambas muestras.

Interpretación: En animales criptórquidos se observaría un incremento significativo de testosterona post HCG ó GnRH, típicamente de al menos 4 veces.

 

Protocolo de insulinoma

Indicaciones: Para el abordaje diagnóstico del insulinoma.

Protocolo: Esperar o provocar una hipoglucemia. La muestra para insulina debe ser extraída mientras el perro está en hipoglucemia (< 60 mg/dl).

Interpretación: Los valores de insulina en perros en ayunas son menores de 20 mU/ml. Si durante una hipoglucemia la insulina es > 20 mU/ml se considera que hay una secreción excesiva.

 

 

Bioquímica 
 

Protocolo dinámico de Ácidos Biliares

Indicaciones: Diagnóstico de trastornos de funcionalidad y alteraciones en la circulación hepática. 

Protocolo: Después de 12 horas de ayuno extraer sangre del animal (T0). Administrar comida (2–3 cucharadas soperas de comida de lata de buena calidad para pacientes > 5 kg y 2–3 cucharaditas para pacientes < 5 kg). Extraer otra muestra de sangre a las 2 horas (T1). Tanto la hemólisis como la lipemia pueden producir resultados erróneos y debe repetirse el protocolo. En pacientes con signos de encefalopatía se debe administrar una comida con restricción de proteína y una pequeña cantidad de aceite vegetal. La contracción de la vesícula biliar también puede producirse por excitación y por oler comida, antes de la extracción de la segunda muestra. 

Interpretación: Las determinaciones en ayunas y la de 2 horas post-pandrial, son útiles en la detección de anormalidades en la función hepatobiliar o circulatoria. La especificidad de ACB post-pandriales, llega al 100 % en perro a valores > 35 mcmol/L y en gato a >30 mcmol/L.

 

Protocolo de Mala asimilación

Indicaciones: Las concentraciones de cobalamina y folatos son útiles en el diagnóstico de la mala absorción o sobrecrecimiento bacteriano (actualmente conocida
como diarrea con respuesta a antibióticos).

Protocolo: Valorar Cobalamina y Folatos en una sola muestra. (mejor si es la misma muestra donde se determina la TLI). 

Interpretación: Valores de folatos bajos sugieren una mala absorción del intestino delgado proximal. Niveles de cobalamina bajos sugieren una mala absorción del intestino delgado distal. Niveles de cobalamina bajos o normales junto a niveles de folatos altos sugieren un sobrecrecimiernto bacteriano.

 

 

Farmacolvigilancia 
 

Protocolo de monitorización cardíaca

Indicaciones: Controlar las terapias con digitálicos

Protocolo: Si se medica 1 vez al día (especialmente en gatos), extraer la muestra 10–12 horas post-medicación. Si se medica 2 veces al día, extraer la muestra 6–8 horas después de la última dosis o inmediatamente antes de la próxima dosis. El estado estacionario se alcanza a los 7–10 días de empezar el tratamiento o de haber efectuado algún ajuste en la dosis.

Interpretación: El rango terapéutico de la Digoxina es de 0,8–2.0 ng/ml.

 

Protocolo de monitorización de fenobarbital

Indicaciones: Controlar la terapia anticonvulsiva con fenobarbital

Protocolo: El fenobarbital debe administrarse durante 2–3 semanas antes de valorar sus concentraciones. El tiempo de recogida de la muestra post-terapia depende de consideraciones terapéuticas. A las dosis habituales de tratamiento, recomendamos no realizar controles antes de las 3 primeras semanas de tratamiento y a partir de este tiempo extraer una primera muestra a las 4–5 horas ( pico de acción, principalmente si se sospecha toxicidad,) y otra a las 8–12 horas post-medicación. Monitorizar niveles de fenobarbital cada 6 meses.

Interpretación: Los niveles terapéuticos son de 15–40 mg/ml

 

Protocolo de monitorización de Bromuros

Indicaciones: Controlar las terapias con bromuro sódico

Protocolo: La extracción de la muestra respecto al momento de la toma de la medicación no es importante debido a su larga vida media plasmática. El estado estacionario no se alcanza hasta los 3–4 meses después de empezar el tratamiento, o de algún cambio en la dosificación. La valoración del bromuro debe realizarse a los 30 y 120 días del inicio de la terapia, y luego cada 6 meses. En los animales con esta terapia también es importante la valoración del número de las células sanguíneas (Hemograma), cada 6–12 semanas para el control productivo de la médula ósea, y de varios enzimas hepáticos cada 6–12 semanas si hay riesgo de hepato-toxicidad

Interpretación: Los niveles terapéuticos son 0,5 mg/ml.